ISME Communications volume 3, Artigo número: 85 (2023) Citar este artigo
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A compreensão da variação genômica bacteriana ligada a ambientes distintos pode produzir novos insights sobre os mecanismos subjacentes à adaptação diferencial e à transmissão de micróbios entre ambientes. Obter tais informações é particularmente crucial para os patógenos, pois beneficia a vigilância da saúde pública. No entanto, a compreensão da variação genômica bacteriana é limitada pela escassez de investigações sobre a variação genômica associada a diferentes contextos ecológicos. Para resolver essa limitação, nos concentramos na Listeria, um gênero bacteriano importante para a segurança alimentar que inclui o patógeno humano L. monocytogenes, e analisamos um conjunto de dados genômicos em larga escala coletados por nós em ambientes naturais e associados a alimentos nos Estados Unidos. Através de análises genômicas comparativas em 449 isolados do solo e 390 isolados de água agrícola e instalações de processamento de produtos representando L. monocytogenes, L. seeligeri, L. innocua e L. welshimeri, descobrimos que os perfis genômicos diferem fortemente por ambientes dentro de cada espécies. Isto é apoiado pelos subclados associados ao ambiente e pela presença diferencial de plasmídeos, ilhas de estresse e genes acessórios envolvidos na biogênese do envelope celular e no transporte e metabolismo de carboidratos. Os genomas centrais das espécies de Listeria também estão fortemente associados aos ambientes e podem prever com precisão as fontes de isolamento no nível da linhagem em L. monocytogenes usando aprendizado de máquina. Descobrimos que a grande variação genômica associada ao ambiente em Listeria parece ser impulsionada conjuntamente pela propriedade do solo, clima, uso da terra e espécies bacterianas acompanhantes, representando principalmente Actinobacteria e Proteobacteria. Coletivamente, nossos dados sugerem que as populações de espécies de Listeria se adaptaram geneticamente a diferentes ambientes, o que pode limitar a sua transmissão de ambientes naturais para ambientes associados a alimentos.
Os genomas bacterianos, incluindo os genomas centrais (genes presentes em todos os indivíduos) e os genomas acessórios (genes não compartilhados por todos os indivíduos), podem ser altamente versáteis dentro das espécies devido ao ganho e perda de genes e à recombinação homóloga mediada pela seleção e dispersão ambiental [1, 2,3,4]. Essa variação genômica permite que espécies bacterianas (principalmente bactérias não patogênicas) vivam em uma ampla gama de dimensões ecológicas, incluindo condições ambientais com diferentes fontes de carbono e nutrientes inorgânicos [5]. Embora alguns patógenos humanos (por exemplo, Bacillus anthracis, Clostridium spp., Listeria monocytogenes, Yersinia pestis, Burkholderia pseudomallei e Francisella tularensis) também possam sobreviver em ambientes naturais [6], nossa compreensão de sua variação genômica em diferentes ambientes é limitada devido a falta de investigações intensivas em ambientes naturais em comparação com ambientes associados ao homem [7,8,9]. Esta é uma oportunidade perdida para melhorar a compreensão dos mecanismos ecológicos subjacentes à adaptação de agentes patogénicos a ambientes não humanos e para melhor informar a vigilância da saúde pública para doenças infecciosas, tais como inferir a probabilidade de transmissão de estirpes de ambientes naturais para ambientes associados ao homem. .
Listeria, um gênero bacteriano Gram-positivo, anaeróbico facultativo e não formador de esporos, vital para a segurança alimentar, serve como uma oportunidade para estudar a variação genômica entre ambientes naturais e associados ao homem em bactérias importantes para a saúde pública. Os membros da Listeria estão amplamente distribuídos em ambientes naturais, bem como em solos agrícolas, água e instalações de processamento de alimentos [10,11,12]. Duas espécies de Listeria – L. monocytogenes e L. ivanovii – são considerados patógenos facultativos. Embora outras espécies não sejam patogênicas [13], essas espécies (por exemplo, L. seeligeri, L. innocua e L. welshimeri) são frequentemente testadas na indústria alimentícia porque são consideradas evidências de condições que podem facilitar a contaminação por L. monocytogenes. [14, 15]. O estudo da variação genômica das espécies de Listeria pode, portanto, fornecer insights sobre sua transmissão de ambientes naturais para ambientes e alimentos associados a alimentos, o que é particularmente importante para alimentos como produtos frescos, onde etapas de não matar são usadas para patógenos inativos que seriam introduzido em qualquer ponto da cadeia alimentar.
0.8 and no premature stop codon was present, (ii) putative non-functional when 0.3 ≤ coverage <0.8 or premature stop codon was present, and iii) absent when no hits were observed in BLASTN or coverage was <0.3. A coverage of 0.3 and 0.8 was chosen as the cutoffs because (i) the multi-domain structure of proteins is most likely preserved when using a coverage of 0.8 [33], and (ii) at least 0.3 or less query coverage has been recommended to identify genes that span contigs and/or touch gaps [34]. When calculating the presence/prevalence of a given gene across genomes, only putative functional genes are included in the calculation./p>0.2 or <−0.2 with each Listeria taxon were defined as bacterial taxa that tend to have similar and dissimilar habitat preferences, respectively; these species were included in the co-occurrence network analysis. Networks of co-occurring bacterial species for each Listeria taxon were constructed using ggraph in R 3.6.0./p>70% are indicated by gray circles on the bifurcation nodes. The tree was rooted by the midpoint. Branches are color-coded by L. monocytogenes lineages. The tree is annotated by the presence/absence of virulence genes. The presence/absence gene matrices from the inner to the outer represent (i) genes located in the pathogenicity islands LIPI-1 (prfA, plcA, hly, mpl, actA, plcB), (ii) genes coding for internalins (inlABCEFGHJKIP), and (iii) genes located in the pathogenicity islands LIPI-3 (llsAGHXBYDP) and LIPI-4 (LM9005581_70009 to LM9005581_70014). A filled box represents the presence of a putative functional gene; an empty box represents a non-functional gene (i.e., being truncated or having premature stop codons); and a white box represents the absence of the gene. b Histograms showing the distribution of cgMLST allelic mismatches between isolates from soil and produce processing facilities (food plant) for L. monocytogenes (LM) lineage I (red), II (blue), and III (yellow). c ROC and PR curves for binary classifiers trained on cgMLST allelic profiles of LM lineage I, II, and III isolates. auROC: area under the curve of the receiver operating characteristic, auPR: area under the curve of precision-recall. Maximum likelihood phylogenetic tree of (d) L. innocua, (e) L. welshimeri, and (f) L. seeligeri based on the core SNPs of isolates of each species; isolates were obtained from soil, agricultural (ag.) water, and produce processing facilities (“food plant”). Trees were constructed based on 1000 bootstrap repetitions and were rooted by midpoint. Labels of isolates are color-coded by sources. Bootstrap values >70% are indicated by gray circles on the bifurcation nodes./p>2 (black dashed line) indicates that the COG category is significantly enriched (P < 0.05). The size of the circle is in proportion to the logarithm of the number of genes annotated as one COG category./p> 0.5; Fig. S8, Table S11). Many of these plasmid-correlated genes were annotated with functions involved in replication, such as resolvase and recombinase, and a few were involved in metal resistance (e.g., arsenic resistance operon repressor) (Table S11). Of note, a total of nine plasmid groups were detected, including rep13, rep25, rep26, rep32, rep33, rep35, rep7a, repUS25, and repUS43. To infer potential horizontal transfer of plasmids across environments and across species, we constructed a gene tree for each of the four plasmid groups that harbored by more than three genomes (rep25, rep26, repUS25, and repUS43). We found that the largest plasmid group, repUS25, was predominately present in soil isolates (81% out of 84 isolates) and exhibited two major clades with a mixture of isolates from both soil and food-associated environments and all four species, L. monocytogenes, L. seeligeri, L. welshimeri, and L. innocua (Fig. 3c). The plasmid group repUS43 was predominately present in isolates from food-associated environments (91% out of 11 isolates) and was exclusively detected in L. innocua (Fig. 3d). The plasmid group rep25 was also predominately present in isolates from food-associated environment (97% out of 29 isolates) and exhibit two major clades with a mixture of L. innocua and L. monocytogenes lineage II isolates (Fig. 3e). The plasmid group rep26 was exclusively found in isolates from food processing facilities and formed two major clades, one with L. welshimeri and L. inncoua isolates and the other with L. monocytogenes lineage II and L. welshimeri (Fig. 3f). These results suggest that plasmid groups are strongly associated with isolation sources and some plasmids (e.g., repUS25, rep25) may transfer across environments and species in Listeria./p>20% impervious cover. b Variable importance in predicting the ANI of isolates for LM, LM lineage II, L. seeligeri, and L. innocua based on % Inc MSE index in a random forest model. Abiotic variables on the y-axis are sorted in ascending order based on the median % Inc MSE value of 1000 repetitions. “spatial” indicates geographic distance. Minimum and maximum values are depicted by short vertical lines of whiskers; the box signifies the upper and lower quartiles, and the short line within the box signifies the median. Points above and below the whiskers indicate outliers. Boxes and whiskers are color-coded by ecological variable groups. c Network of co-occurring bacterial species and LM, L. seeligeri, L. innocua, and L. welshimeri. Each node stands for a bacterial species that had a Phi correlation coefficient (r) > 0.2 or < −0.2 with one Listeria species. Nodes representing Listeria species are in black (these data are based on culture data generated, not 16 S amplicon sequencing data), and other nodes representing co-occurring bacterial species are color-coded by phylum. An edge stands for the Phi correlation with an r > 0.2 or < −0.2 between the two nodes. The thickness of the edge is in proportion to the absolute value of the Phi correlation r. An orange edge represents a positive correlation, while a gray edge represents a negative correlation./p> 0.2; Table S13). A large proportion of the species positively correlated with L. monocytogenes and L. innocua (41% and 50%, respectively) was classified into the phylum Proteobacteria, including the families Hyphomicrobiaceae and Rickettsiaceae; 29% of the species positively correlated with L. seeligeri were classified into the phylum Planctomycetes, including the family Pirellulaceae; and 33% of the species positively correlated with L. welshimeri were classified into the phylum Actinobacteria, including the family Pseudonocardiaceae (Fig. 4c, Table S13). These positively correlated species may occupy similar habitats as these Listeria species./p> 0.2 and r < −0.2, respectively; Fig. S10, Table S13). These negatively correlated bacterial species may prefer different or distinct habitats than these Listeria taxa. In summary, we propose that certain Proteobacteria and Actinobacteria species are taxa of interest that might pose selective pressures on Listeria and contribute to its genome evolution in the soil environment./p>
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